Définie par l’AFNOR comme la « réduction du nombre de micro-organismes dans ou sur une matrice inanimée, obtenue grâce à l’action irréversible d’un produit sur leur structure ou leur métabolisme, à un niveau jugé approprié en fonction d’un objectif donné » [¹], la désinfection des empreintes doit être systématique et efficace [²]. Les matériaux sont en contact avec des liquides biologiques (salive, sang…), donc contaminés par des micro-organismes, d’où un risque de contamination croisée [³].

Les deux agents désinfectants les plus étudiés pour la désinfection des empreintes sont le glutaraldéhyde et l’hypochlorite de sodium. Le glutaraldéhyde provoquant des irritations importantes au niveau de la peau, des yeux et des voies respiratoires ainsi que des allergies cutanées et respiratoires, il ne doit être utilisé que dans les cas où aucune autre alternative n’est envisageable. S’il est utilisé, tout contact avec la peau et les muqueuses doit être évité (port de gants, masque et lunettes de protection) de même que toute inhalation de vapeurs (réduction du nombre de travailleurs dans la zone d’utilisation, utilisation d’une extraction d’air et aération des locaux) [⁴]. Ainsi, l’hypochlorite de sodium est à privilégier dans la plupart des cas, selon les recommandations françaises [⁵]. La dilution (^{tableau 1}) de ce produit doit être réalisée au moment de la désinfection et la solution obtenue, instable, doit être conservée au maximum 24 heures à l’abri de la lumière. D’autres produits désinfectants prêts à l’emploi sont commercialisés. Pour leur utilisation, il est nécessaire de se référer aux normes des produits désinfectants pour dispositifs médicaux. Selon les propriétés du matériau à empreinte utilisé, on optera pour une technique de désinfection plutôt qu’une autre (^{figure 1}).

Les matériaux à empreinte sont habituellement classés en matériaux élastiques – hydrocolloïdes (alginates…) et élastomères (polyéthers, silicones et polysulfures) – et matériaux inélastiques, tels que la pâte oxyde de zinc-eugénol (^{figure 2}).

Classiquement indiqués pour la réalisation de modèles d’étude ou antagonistes, les alginates présentent une grande susceptibilité aux phénomènes d’imbibition et de synérèse [¹³]. Les polyéthers utilisés en prothèses fixée et amovible sont relativement hydrophiles [¹³], comme les pâtes oxyde de zinc-eugénol mises en œuvre pour les empreintes secondaires en prothèse amovible.

Les élastomères de silicone employés en prothèse fixée et orthodontie comptent parmi les matériaux plus hydrophobes, au même titre que les polysulfures destinés aux enregistrements muco-dynamiques en prothèse amovible [¹², ¹³].

Le traitement de désinfection doit à la fois être efficace et induire peu de déformations. La stabilité dimensionnelle d’un matériau est inversement corrélée à son hydrophilie à cause de mécanismes hydro-cinétiques. La procédure de désinfection des matériaux hydrophobes s’affranchit plus facilement des contraintes induites par le risque de variations dimensionnelles que celles des alginates, polyéthers et pâtes oxyde de zinc-eugénol qui requièrent plus de précautions du fait de leur sensibilité aux déformations (^{figure 3}).

DÉSINFECTION DES MATÉRIAUX HYDROPHILES

Pour les matériaux hydrophiles, la pulvérisation induit un faible risque de variation dimensionnelle [¹⁴] et est facile à mettre en œuvre (^{figure 4}). Cette technique présente toutefois le risque d’une vaporisation non uniforme sur la totalité de l’empreinte, en particulier dans les zones de contre-dépouille. Après pulvérisation, l’empreinte est stockée dans un milieu saturé en humidité (^{figure 5}) pendant une dizaine de minutes puis rincée à l’eau (^{figure 6}).

Une méthode intermédiaire consiste à immerger l’empreinte 2 minutes dans une solution désinfectante. Un papier absorbant est immergé dans le même désinfectant et placé avec l’empreinte dans un sachet hermétique pendant 20 à 30 minutes puis l’empreinte est rincée. Cette méthode permet une désinfection efficace et homogène tout en minimisant le risque de variation dimensionnelle [¹⁴, ¹⁵].

Hydrocolloïdes irréversibles ou alginates

Les alginates (^{tableau 2}), en raison de leur forte hydrophilie, sont les matériaux à empreinte les plus contaminés et les plus sensibles aux variations dimensionnelles.

Leur immersion est déconseillée en raison des phénomènes d’imbibition. Selon la concentration et le temps d’immersion, des variations dimensionnelles plus ou moins sévères peuvent survenir. La désinfection par pulvérisation affecte peu la stabilité dimensionnelle mais son efficacité est discutée. La méthode intermédiaire apparaît donc comme une alternative à la pulvérisation [¹⁴, ¹⁵].

Polyéthers

L’immersion des polyéthers est déconseillée en raison de leur hydrophilie qui entraîne un risque de variation dimensionnelle et d’altération de l’état de surface.

La pulvérisation réduirait le risque de déformation de l’empreinte mais son efficacité antimicrobienne est discutée. La méthode intermédiaire est donc préconisée pour ce type de matériau [¹⁵].

Cas particulier des pâtes oxyde de zinc-eugénol

Les matériaux à empreinte à base d’oxyde de zinc-eugénol (^{tableau 3}) sont des matériaux relativement hydrophiles qui présentent une bonne stabilité dimensionnelle [¹²].

Il est donc préconisé de les immerger dans une solution à base d’iodophores (1:213) pendant 10 minutes [¹⁰]. L’immersion dans une solution désinfectante de glutaraldéhyde à 2 % pendant 10 minutes a également été évoquée [¹⁵], à condition de respecter les précautions liées à ce produit.

L’utilisation de solution chlorée est déconseillée car engendrant des variations dimensionnelles [¹⁵].

DÉSINFECTION DES MATÉRIAUX HYDROPHOBES

Les matériaux hydrophobes sont moins sensibles aux déformations que les matériaux hydrophiles ; l’immersion (^{figure 7}) est préférable à la pulvérisation car elle permet une exposition uniforme de toutes les surfaces de l’empreinte que ne garantit pas la pulvérisation [¹¹].

Silicones

Silicones polymérisant par addition ou vinyl-polysiloxanes

Une désinfection efficace des silicones (^{tableau 4}) par addition peut être obtenue par immersion dans l’hypochlorite de sodium à 0,5 % durant au moins 10 minutes. Les recommandations françaises conseillent un temps d’application du désinfectant de 15 minutes [⁵].

Les résultats publiés ne mentionnent pas d’altération dimensionnelle pour une immersion dans l’hypochlorite de sodium à 0,5 % allant jusqu’à 30 minutes [¹⁷, ¹⁹].

Silicones polymérisant par condensation ou diméthyl-polysiloxanes

Une efficacité désinfectante est obtenue dès 5 minutes d’immersion d’un silicone (^{tableau 5}) par condensation dans l’hypochlorite de sodium à 0,5 % [³].

Ces matériaux sont plus ou moins sensibles aux déformations [¹⁹]. D’après la littérature, la durée d’immersion peut être portée à 30 minutes [¹⁵].

Les silicones par condensation peuvent donc être désinfectés par immersion durant 5 à 30 minutes dans de l’hypochlorite de sodium à 0,5 %.

Polysulfures

Les polysulfures (^{tableau 6}) peuvent être désinfectés par une immersion d’une durée de 30 minutes dans de l’hypochlorite de sodium à 0,5 % afin d’allier efficacité antimicrobienne et innocuité dimensionnelle [¹⁶].

CONCLUSION

L’enjeu de la désinfection des empreintes réside dans l’équilibre entre efficacité antimicrobienne et stabilité dimensionnelle.

Dernièrement, l’empreinte optique a permis de s’affranchir des contraintes liées à la désinfection. Elle s’est cependant accompagnée de problématiques similaires à celles des empreintes physiques, à savoir la précision dans le cas des empreintes globales d’arcade notamment [¹³].

BIBLIOGRAPHIE

• 1. AFNOR. NF EN 14885. Antiseptiques et désinfectants chimiques. Application des Normes européennes sur les antiseptiques et désinfectants chimiques, 2018.
• 2. Fédération Dentaire Internationale (FDI). La prévention et la maîtrise des infections dans la pratique dentaire, 2019. [//www.fdiworlddental.­org/fr/la-prevention-et-la-maitrise-des-infections-dans-la-pratique-dentaire]
• 3. Bustos J, Herrera R, González U, Martínez A, Catalán A. Effect of immersion desinfection with 0.5% sodium hypochlorite and 2% glutaraldehyde on alginate and silicone: Microbiology and SEM study. Int J Odontostomat 2010;4:169-177.
• 4. Institut National de Recherche et de Sécurité (INRS). Glutaraldéhyde (FT 171). Généralités. Fiche toxicologique. Paris : INRS, 2010.
• 5. Association Dentaire Française (ADF). Grille technique d’évaluation des cabinets dentaires pour la prévention des infections associées aux soins, 2015.
• 6. Caïone M, Vaillant Corroy AS, Clément C. Désinfection des empreintes : le point en 2020. Stratégie Prothétique 2020;20:192-206.
• 7. Abdelkoui A, Benyahia H, Bouzakhnin H, Merzouk N. La désinfection des empreintes à l’ère du Covid-19. Les Cahiers de Prothèse 2020;48:641-651.
• 8. Dasgupta D, Sen SK, Ghosh S, Bhattacharyya J, Goel P. Effectiveness of mouthrinses and oral prophylaxis on reduction of microorganisms count in irreversible hydrocolloid impression: An in vivo study. J Indian Prosthodont Soc 2013;13:578-586.
• 9. Department of Health and Social Care. Decontamination in primary care dental practices. GOV.UK, 2013. [//www.gov.uk/government/­publications/decontamination-in-primary-care-dental-practices]
• 10. Bhat V, Shetty M, Shenoy K. Infection control in the prosthodontic laboratory. J Indian Prosthodont Soc 2007;7:62.
• 11. Mushtaq MA, Khan M. An overview of dental impression disinfection techniques. A literature review. J Pak Dent Assoc 2018;27:207-212.
• 12. Chauvel B, Turpin YL. Les matériaux à empreinte, 2009-2010. [//campus.cerimes.fr/odontologie/­enseignement/chap13/site/html/1.html]
• 13. Punj A, Bompolaki D, Garaicoa J. Dental impression materials and techniques. Dent Clin North Am 2017;61:779-796.
• 14. Pizzardini P, Muller-Bolla M, Fosse T, Bolla M. Décontamination des empreintes aux alginates : efficacité antibactérienne, stabilité dimensionnelle et état de surface. Rev Odonto Stomat 2004;33:99-109.
• 15. Helfer M. Respect de l’asepsie dans la chaîne d’élaboration prothétique. JPIO 2010 ; Hors Série Hygiène et asepsie:41-50.
• 16. Laviole O. Confection des modèles de travail en prothèse conjointe. Traité EMC – Odontologie 2015;10 (4):1-11. [Doi : 10.1016/S1283-0860 (15) 75484-9]
• 17. Merchant VA, McNeight MK, Ciborowski CJ, Molinari JA. Preliminary investigation of a method for disinfection of dental impressions. J Prosthet Dent 1984;52:877-879.
• 18. Adabo GL, Zanarotti E, Fonseca RG, Cruz CA. Effect of disinfectant agents on dimensional stability of elastomeric impression materials. J Prosthet Dent 1999;81:621-624.
• 19. Carvalhal CIO, Mello JAN de, Sobrinho LC, Correr AB, Sinhoreti MAC. Dimensional change of elastomeric materials after immersion in disinfectant solutions for different times. J Contemp Dent Pract 2011;12:252-258.
• 20. Azevedo MJ, Correia I, Portela A, Sampaio-Maia B. A simple and effective method for addition silicone impression disinfection. J Adv Prosthodont 2019;11:155-161.

Liens d’intérêts

Les auteurs déclarent n’avoir aucun lien d’intérêts.