Décontamination des empreintes et des modèles en plâtre

En cette fin de XX^e siècle, le risque E de contamination à partir d'une empreinte est encore négligé. Pourtant, les personnels de laboratoire présentent un taux de portage de l'hépatite B plus élevé que celui du personnel dentaire [¹]. Or, ce grave problème de santé n'entraîne pas la décontamination systématique des empreintes pour ne pas nuire aux qualités de l'enregistrement. De plus, les méthodes adoptées en fonction des matériaux à traiter ne permettent pas toujours la réduction de 10³ des germes pathogènes, normalement obtenue par le nettoyage minutieux sous l'eau courante associé à l'action chimique des agents de désinfection [²-⁶]. Devant ce constat, il est apparu opportun de définir, au regard de la littérature, les méthodes de décontamination adaptées aux matériaux d'empreinte les plus utilisés : hydrocolloïdes irréversibles (alginates), polyvinyl siloxanes et diméthyl polysiloxanes (silicones A et C). La même démarche est ensuite proposée par une synthèse des études sur la décontamination des modèles positifs coulés en plâtre. A partir de ces réflexions seront envisagées les solutions à adopter pour répondre à l'obligation de moyens vis-à-vis des personnels soignants et de laboratoire (coursiers et techniciens) auxquels sont confiés les travaux. Nous devons en effet prévenir tout risque de contamination accidentelle à partir des empreintes pendant leur acheminement ainsi qu'au moment de leur traitement à l'intérieur du laboratoire.

Décontamination des empreintes

La décontamination des empreintes doit toujours être précédée par une première étape de nettoyage sous l'eau courante froide. Celle-ci est réalisée, mains gantées, jusqu'à élimination totale des mucosités, de la plaque bactérienne, des débris salivaires et sanguins visibles [⁷-⁹] : cet acte d'une quinzaine de secondes permet de réduire la contamination de 90 % [¹⁰-¹⁵] (^{fig. 1}). L'utilisation d'eau savonneuse est déconseillée, car elle impose une étape supplémentaire de rinçage minutieux sous l'eau courante afin d'éviter toute interaction avec la solution de décontamination [¹⁶]. Le ministère de l'emploi et de la solidarité a d'ailleurs précisé que ce nettoyage à l'eau froide devient capital lorsqu'il est suivi de l'utilisation d'hypochlorite de sodium dont l'efficacité est diminuée en présence de matières organiques [⁹]. Avant de passer à l'étape ultérieure, l'empreinte doit être secouée énergiquement pour éliminer les excès d'eau qui dilueraient la solution de décontamination et la rendraient moins efficace [⁷, ¹⁷].

L'étape proprement dite de décontamination a fait l'objet d'un grand nombre d'études portant le plus souvent sur la conservation des propriétés physicochimiques et mécaniques des empreintes. Les plus grandes difficultés ont été rencontrées avec les alginates, perméables à cause de leurs composants hygroscopiques. Ils sont non seulement plus contaminés et dès lors plus difficile à traiter [¹³, ¹⁸-²¹], mais également exposés à un plus grand risque de déformation qui se traduit par une altération de la stabilité dimensionnelle, une médiocre reproduction des détails et un mauvais état de surface [²², ²³]. De plus, les études qui se sont attachées à contrôler ces paramètres ont souvent rapporté des « effets statistiquement significatifs » et a priori « sans conséquences cliniques » pour les alginates comme pour les silicones [¹³, ¹⁸-²⁴]. Or, seules les variations dimensionnelles inférieures à 0,5 % sont cliniquement acceptables [²⁵].

Bien évidemment, ces méthodes doivent également avoir une action désinfectante efficace qui dépend du produit choisi. Or, les produits les plus souvent évoqués dans la littérature sont : d'une part, le glutaraldéhyde qui est un désinfectant de haut niveau inactivant les spores et toutes les formes microbiennes et d'autre part, l'hypochlorite de sodium, désinfectant de niveau intermédiaire qui détruit tous les microbes à l'exception des spores [²²]. Leur compatibilité avec les matériaux à empreinte et les plâtres servant à la réalisation des modèles a malheureusement été plus souvent étudiée que leur efficacité, variable en fonction du protocole adopté. Les solutions de décontamination commercialisées doivent quant à elles être utilisées avec la plus grande prudence, car elles n'ont fait l'objet que d'un petit nombre d'études. Leurs composants actifs étant souvent multiples, il faudrait en effet les tester avec chaque matériau commercialisé pour éviter les antagonismes qui pourraient être responsables de modifications de dimensions, de forme ou d'état de surface de l'empreinte [²⁶].

Décontamination des empreintes aux alginates

C'est la plus discutée (^{tabl. I}). Aux partisans de l'immersion s'opposent les détracteurs de cette procédure qui fondent leurs arguments sur des problèmes liés aux phénomènes d'imbibition [²⁷, ²⁸]. Pourtant, l'Association dentaire américaine (ADA) n'hésite pas à préconiser cette méthode si le produit utilisé est efficace en moins de 30 minutes [⁸]. C'est le cas du glutaraldéhyde, qui, au regard de la littérature, pourrait agir 30 minutes sans avoir de répercussions sur les dimensions, la reproduction des détails et la dureté du modèle coulé en plâtre [²⁹]. Néanmoins, cette information mérite d'être discutée en tenant compte de la concentration de la solution. A 3,2 %, toute procédure d'immersion, même réduite à 10 minutes, est en effet contre-indiquée, car elle est nuisible aux qualités de l'enregistrement [³⁰]. A 2 ou 2,2 %, le glutaraldéhyde pourrait être utilisé 10 minutes sans nuire aux propriétés physicochimiques et mécaniques des alginates [³¹-³³]. Malheureusement, la décontamination est incomplète [¹⁹]. En effet, pour être efficace, celle-ci nécessiterait une immersion minimale de 20 [¹²] ou 15 minutes [³⁴]. La littérature indique que les variations dimensionnelles sont acceptables cliniquement à 15 minutes [³⁵] et inacceptables au-delà de 30 minutes [³⁶-³⁸]. Certains auteurs recommandent même une immersion de 30 [³²] ou 60 minutes [³⁹, ⁴⁰], efficace d'un point de vue antibactérien [¹⁹], sous réserve que ces empreintes soient destinées à la confection de modèles d'étude ou antagonistes [³⁷].

L'hypochlorite de sodium a été l'objet de nombreuses études. Concentré à 5 %, il peut être utilisé jusqu'à 10 minutes sans nuire à la stabilité dimensionnelle [³³, ⁴¹, ⁴²]. En revanche, il endommage l'état de surface et la dureté des modèles en plâtre de type III, mais pas les qualités du plâtre de type IV [⁴³]. Utilisé plus longtemps, il nuit aux propriétés de tous les types de plâtre [⁴¹]. Son action désinfectante en 10 minutes est variable selon les bactéries testées : il est efficace sur B subtilis [⁴², ⁴⁴] et inefficace sur M bovis [⁴⁴]. A 2 ou 1 %, son innocuité sur la stabilité dimensionnelle de l'empreinte immergée 10 minutes a été prouvée [³¹, ³⁷, ⁴²]. En revanche, selon les auteurs, la reproduction des détails est acceptable [³¹, ⁴²] ou médiocre [⁴⁵]. Enfin, son action antibactérienne a été jugée correcte, mais elle a seulement été recherchée sur B subtilis [⁴²]. C'est à la concentration de 0,5 % que l'hypochlorite de sodium a le plus souvent été testée : la majorité des chercheurs estiment que les empreintes peuvent être immergées jusqu'à 10 minutes sans incidence sur la stabilité dimensionnelle [⁴², ⁴⁶-⁴⁸], la reproduction des détails [⁴², ⁴³, ⁴⁶-⁴⁸], la rugosité [⁴³, ⁴⁷, ⁴⁸] ou la dureté des modèles [⁴³, ⁴⁶-⁴⁸]. Seuls, Rueggeberg et al. ont estimé que les modifications entraînées par cette méthode étaient inacceptables cliniquement [⁴⁹]. Par ailleurs, l'efficacité de celle-ci est discutée en fonction des micro-organismes testés : les 10 minutes de décontamination ont été jugées suffisantes [⁴², ⁴⁹-⁵¹], mais l'action sur B subtilis, M phlei et la flore orale serait incomplète [⁴⁴, ⁵², ⁵³]. En revanche, après 20 minutes d'immersion, durée qui correspond à la seule exposition supérieure évaluée d'un point de vue bactériologique, il n'y a plus de traces de S aureus, P aeruginosa et E ai [³⁴]. Or, des chercheurs, qui se sont intéressés à la stabilité dimensionnelle des empreintes aux alginates, ont recommandé une immersion de 30 minutes dans une solution d'hypochlorite de sodium à 1 ou 0,5 % [³⁷] même si celle-ci a un peu affecté la reproduction des détails [¹]. D'autres ont précisé qu'elles pouvaient être ainsi décontaminées si elles étaient réservées aux modèles d'étude, antagonistes ou utiles à la réalisation d'appareillages amovibles [³¹, ³⁷, ⁵⁴].

La méthode de pulvérisation, longtemps recommandée par l'ADA, est désormais uniquement préconisée par le ministère de l'Emploi et de la Solidarité, suite aux travaux des détracteurs de l'immersion [⁷, ⁹] : ceux-ci condamnent l'imbibition de la solution aqueuse responsable de variations dimensionnelles des alginates inacceptables [²⁶-²⁸, ⁵⁵, ⁵⁶]. Ils recommandent l'utilisation d'un spray qui autorise une application régulière de la solution de décontamination sur l'empreinte, éventuellement entourée d'un papier ou d'une compresse imbibée du même produit [¹⁶, ¹⁷, ⁵⁷]. L'ensemble est ensuite conservé dans un sac plastique hermétiquement fermé pendant le temps nécessaire à la décontamination. Cependant, les études bactériologiques conduites en adoptant ce protocole sont rares [⁴⁹-⁵⁰]. Les résultats obtenus avec de l'hypochlorite de sodium à 0,5 % appliqué 10 minutes sont donc contradictoires en fonction des micro-organismes testés [⁴⁹, ⁵⁰]. De plus, le choix du temps de décontamination est surprenant dans la mesure où il correspond au temps minimum de désinfection des surfaces lisses et sèches [⁵⁸]. Dès lors, une application plus longue dont l'efficacité antibactérienne doit être appréciée s'impose. Elle pourrait être de 30 minutes, ce temps étant sans conséquence néfaste sur les dimensions et l'état de surface des modèles [³⁰, ⁵⁹]. En revanche, la reproduction des détails s'est révélée être liée au type de plâtre utilisé [⁶⁰]. Bien qu'envisagé [³³, ³⁶, ³⁸], le glutaraldéhyde est à proscrire en spray. En effet, il expose le manipulateur à des risques d'irritations de la peau, des yeux, des voies respiratoires et à des maux de tête liés à son pouvoir allergisant [²⁷, ⁵⁰]. Il a d'ailleurs été déconseillé par le ministère de l'Emploi et de la Solidarité ainsi que par différents auteurs [¹⁷, ²⁴, ⁵⁷, ⁶¹]. En attendant des études complémentaires et pour répondre aux détracteurs de cette méthode qui la jugent moins efficace du fait de l'exposition incomplète des différentes surfaces de l'empreinte [²⁴, ⁶²], il semble intéressant d'adopter une procédure qualifiée d'intermédiaire. Elle consiste à tremper l'empreinte quelques secondes dans le bac contenant de l'hypochlorite de sodium à 0,5 % avant de le maintenir, entourée d'une gaze imbibée du même produit, dans un sac plastique fermé hermétiquement pendant 30 minutes [⁵, ⁶³] (^{fig. 2}).

Décontamination des empreintes aux silicones

Les silicones, en raison de leur caractère essentiellement hydrophobe, sont les matériaux à empreintes qui retiennent le moins les micro-organismes [¹⁹, ⁶⁴] (^{fig. 3}). Leur décontamination par immersion fait dès lors l'unanimité quel que soit le type de silicone envisagé (polymérisant par addition ou condensation) [⁷-⁹]. Elle peut être effectuée sans risque pour la précision de l'enregistrement dans du glutaraldéhyde ou de l'hypochlorite de sodium [⁷, ⁹, ⁵⁷]. Le premier est le plus souvent recommandé du fait de son haut pouvoir de désinfection [²⁶-⁶⁵], mais il doit être manipulé avec prudence et conservé dans un bac clos pour prévenir toutes réactions du manipulateur [²⁷]. La durée de l'immersion est en revanche discutée : elle peut varier de quelques minutes à plusieurs heures (^{tabl. II}). Égale au minimum à 10 minutes, l'immersion dans une solution de glutaraldéhyde [³³, ⁶⁵-⁶⁷] ou d'hypochlorite de sodium [³³, ⁴², ⁶⁶-⁶⁸] n'entraîne aucune variation dimensionnelle. La reproduction des détails a été satisfaisante dans tous les cas [⁴², ⁴⁵, ⁶⁵] et les glutaraldéhydes n'ont pas altéré la mouillabilité des silicones [⁶⁴]. Malheureusement, aucune étude bactériologique n'a démontré l'efficacité d'une telle procédure, limitée à 10 minutes (temps de décontamination des surfaces planes, propres et sèches). En terme de prévention des infections croisées par la manipulation des empreintes aux silicones, il semble donc qu'un temps supérieur soit plus judicieux [⁸, ⁹, ¹⁸]. Une immersion minimale de 20 minutes dans une solution de glutaradéhyde élimine en effet toutes traces de S aureus, P aeruginosa et E coli [³⁴] sans altérer les propriétés physicochimiques de l'empreinte [⁶⁹]. Prolongée à 30 minutes, elle n'altère pas plus la stabilité dimensionnelle [³⁷, ⁶², ⁶⁷, ⁷⁰-⁷²]. La reproduction des détails et l'état de surface du modèle coulé en plâtre seraient même améliorés à la suite de l'immersion de l'empreinte dans une solution de glutaraldéhyde à 2 % acide [⁶⁹]. En revanche, l'action du glutaraldéhyde sur la mouillabilité de l'empreinte est controversée [⁶⁴, ⁷⁰]. Il en est de même pour celle de l'hypochlorite de sodium qui aurait pu être envisagée pour son innocuité sur les dimensions. Malheureusement, les autres qualités de l'empreinte ont été peu étudiées [³⁷, ⁶², ⁶⁷, ⁷²-⁷⁵]. Ainsi, les silicones doivent être décontaminés par immersion dans une solution de glutaraldéhyde à 2 % si possible acide, pendant 30 minutes. Dans le cas des patients identifiés comme à haut risque, la décontamination peut même être prolongée à un minimum de 2 heures pour une action efficace sur M tuberculosis [²⁷, ⁷⁰, ⁷⁶-⁸⁰].

Immédiatement après décontamination, les empreintes aux alginates ou aux silicones sont soigneusement rincées pour éliminer toutes traces de produit décontaminant susceptibles de réagir sur le matériau de réplique et d'en altérer la dureté et l'état de surface [²⁴]. Le rinçage peut se faire soit sous l'eau froide courante ou sous pression soit à l'eau déminéralisée ou adoucie [⁸¹]. Dans tous les cas, le praticien notifiera sur la fiche de liaison avec le laboratoire l'attitude adoptée afin d'éviter toutes redondances néfastes aux qualités de l'empreinte [⁸, ⁸²].

Décontamination des modèles

Elle est préconisée sur les modèles coulés en plâtre à partir d'empreintes non décontaminées. Comme pour les empreintes, elle est toujours précédée par une première étape de rinçage sous l'eau courante pendant une quinzaine de secondes, qui diminue en partie la contamination.

La décontamination à proprement parler peut se faire par pulvérisation ou par immersion. En spray, l'utilisation de glutaraldéhyde ou de phénols de synthèse est contre-indiquée [¹³, ⁵⁷] : outre les problèmes d'hypersensibilité liés à l'utilisation du premier, tous deux agissent en effet sur la résistance à la compression des modèles alors que les dérivés iodés n'ont aucune action sur cette valeur [⁸³]. Les modèles pourraient donc être vaporisés avec une solution de dérivés iodés ou d'hypochlorite de sodium, mais les études étayant ces recommandations sont rares [¹, ⁷, ⁸, ¹³, ⁶³]. Stern et al. ont néanmoins démontré une augmentation de la résistance à l'abrasion et à la compression des modèles en plâtre de type IV, décontaminés par vaporisation de dérivés iodés [⁸³].

La décontamination par immersion pourrait être de règle en cas de risque d'infection croisée important, mais solution et durée à adopter varient en fonction des auteurs. Certains préconisent une immersion de 10 [¹³] à 60 [⁶³] minutes dans une solution de sulfate de calcium saturé et d'hypochlorite de sodium puisqu'elle ne nuit pas à la reproduction des détails et à l'état de surface des modèles [¹⁸, ⁴², ⁸⁴, ⁸⁵]. Cependant, cette méthode ne peut être efficace sur B subtilis que si elle est prolongée pendant 60 minutes [⁴²]. D'autres recommandent une immersion de 2 à 3 minutes dans une simple solution d'hypochlorite de sodium à 0,5 % car elle conserve les caractéristiques du plâtre [²²]. Que faut-il alors penser de son efficacité bactéricide ? Hypochlorite de sodium et dérivés iodés, tous les deux préconisés par l'ADA, sont en effet les produits de décontamination qui ont le moins d'effets indésirables sur les modèles en plâtre. En revanche, glutaraldéhydes et phénols de synthèse, utilisés en bain entraînent des érosions et une modification de la dureté de surface. De plus, les glutaraldéhydes diminuent la résistance à la compression des modèles [⁸⁶]. Malgré ce constat, différentes études bactériologiques ont été réalisées. Ainsi, une immersion de 20 secondes dans une solution de glutaradéhyde à 2 % a une action bactéricide efficace sur des modèles contaminés avec de la salive et qui, lorsqu'elle est prolongée à 10 minutes, élimine toute trace de P aeruginosa [⁸⁷]. La décontamination par immersion ou pulvérisation d'un produit de décontamination étant limitée pour certains aux seuls modèles d'étude [²⁷], différents auteurs ont proposé d'autres méthodes. Au laboratoire, certains ont recommandé un séchage au four de 2 heures à 45 °C qui entraînerait, outre une désinfection efficace, une amélioration des propriétés mécaniques du plâtre [²²]. D'autres ont indiqué le traitement thermique de la réplique [⁸⁸], mais les paramètres, fixés à 30 minutes à 60 °C, ne sont pas conformes à une thermodésinfection [¹³, ⁸⁹]. De plus, la stérilisation génère une altération des qualités des modèles : l'autoclavage induit une réduction de la résistance à la compression alors que l'ébouillantage provoque une augmentation des rugosités de surface, une expansion de plus de 0,2 % et une diminution de la dureté des modèles [²²].

Devant ce constat, différents chercheurs ont préconisé l'incorporation d'un désinfectant au sein même du mélange [⁸⁵, ⁹⁰]. L'ajout d'hypochlorite de sodium à 5,25 % dans l'eau à raison de 25 % du volume s'est avéré sans conséquence sur la précision, la dureté et l'état de surface du modèle [⁴², ⁶³]. Réduit à 10 % du volume, il augmente la rigidité et la résistance à la compression. Seul, le temps de prise est alors diminué, les autres caractéristiques - expansion, dureté et reproduction des détails - n'étant pas modifiées [⁹¹]. Malheureusement, l'efficacité antibactérienne n'a pas été testée. L'adjonction de 10 ml d'hypochlorite de sodium à 1 % a été déconseillée, car elle entraîne une diminution de la résistance à la compression [⁹²] et son action bactéricide en une heure est discutée [⁸⁵, ⁹²]. D'autres essais ont été conduits avec du glutaraldéhyde à 2 % qui serait, d'un point de vue bactériologique, le plus efficace dans un délai d'action d'une heure [¹⁰, ⁸⁵, ⁹²]. De plus, il n'agit pas sur les propriétés physiques du modèle : temps de prise, résistance à la compression, reproduction des détails et pourcentage d'expansion. Néanmoins, il faut garder à l'esprit les dangers liés à sa manipulation [⁹²]. Ainsi, les dérivés iodés qui ont une action bactéricide incomplète en 1 heure, mais néanmoins acceptable au bout de plusieurs heures, méritent de retenir notre attention, car les modifications qu'ils entraînent sur les propriétés physiques des modèles restent mineures : petite augmentation du temps de prise et légère diminution de la résistance à la compression qui pourraient toutes deux être corrigées par l'incorporation d'un agent accélérant [⁸⁵, ⁹²]. En revanche, l'utilisation de la chlorhexidine [⁹²] ou des phénols [¹⁰, ⁸⁵] a été déconseillée, car ils ne sont efficaces qu'au bout de 24 heures.

Dans le même esprit, différents plâtres à base de chloramine T ont été commercialisés : Steri-Die A^® ou Steri-Die B^® (Oradent International, Inc.) et Gilstone disinfectant^® (Oradent International, Inc.). Testés in vivo, l'action de décontamination a été complète en 1 heure [⁹⁰]. Ils ont même été efficaces 28 jours après leur prise sur S aureus, B subtilis et M phlei [⁹³]. En revanche, l'action sur S faecalis a été incomplète [⁹⁴]. Suite à l'étude des propriétés physiques de ces différents matériaux, seul Steri-Die A^® peut être utilisé, car Steri-Die B^® présente des résistances à la traction et à la compression inférieures à celles d'un plâtre classique. De plus, il reproduit mal les détails de surface. En revanche, le temps de prise et l'expansion sont équivalents pour les deux plâtres et acceptables cliniquement [⁹⁵].

En conclusion, les différentes méthodes de décontamination des moulages ont fait l'objet d'un nombre d'études qui à ce jour reste insuffisant. Ainsi, les traitements par pulvérisation ou immersion des modèles ou par mélange d'une solution de décontamination au plâtre en poudre doivent être réservés aux seules empreintes aux alginates réalisées chez un patient à haut risque de contamination [¹³].

bibliographie

• 1 Samaranayake LP, Scheutz F, Cottone JA. La maîtrise de la contamination au cabinet dentaire. Paris : Masson, 1993.
• 2 Blair FM, Wassel RW. A survey of the methods of disinfection of dental impressions used in dental hospitals in the United Kingdom. Br Dent J 1996;180 (10):369-375.
• 3 Jagger DC, Huggett R, Harrison A. Cross-infection control in dental laboratories. Br Dent J 1995;(179):93-96.
• 4 Muller M, Bolla M. Décontamination des empreintes aux alginates et aux silicones. J Biomat Dent, sous presse.
• 5 Muller M, Gabinski A, Bolla M. Décontamination des empreintes : enquête épidémiologique. Act Odonto Stomatol 1995;(189):51-71.
• 6 Watkinson AC. Disinfection of impressions in UK dental schools. Br Dent J 1988;(31):22-23.
• 7 Council on dental materials, instruments and equipment, Council on dental practice, Council on dental therapeutics. Infection control recommendations for the dental office and the dental laboratory. J Am Dent Assoc 1988;116:241-248.
• 8 Council on scientific affairs and council on dental practice. Infection control recommendations for the dental office and the dental laboratory J Am Dent Assoc 1996;127:672-680.
• 9 Ministère de l'Emploi et de la Solidarité. Guide de Prévention de la transmission des maladies infectieuses. Stomatologie-Odontologie. Paris : Imprimerie Nationale, 1997.
• 10 Association dentaire française. Les recommandations d'hygiène et d'asepsie au cabinet dentaire, 1996.
• 11 Barsotti O, Morrier JJ, Rocca JP. Hépatites, SIDA: conduite pratique à tenir en cabinet dentaire. Prévention bucco-dentaire 1990;IV (2):285-288.
• 12 Mc Neill MR, Coulter WA, Hussey DL. Disinfection of irreversible hydrocolloïd impressions : a comparative study. Int J Prosthodont 1992;(5):563-567.
• 13 Perrin D, Pacaud G, Pone D. Contrôle du risque infectieux en odontologie. Paris : Éditions CdP, 1997.
• 14 Fan PL. Council on dental materials, instruments and equipment. Disinfection of impressions. J Am Dent Assoc 1991;122:110.
• 15 Taibi CL. Guide pratique d'hygiène IV. L'hygiène en cabinet dentaire. Centre de recherches et d'etudes en prévention et hygiène appliquée de Lyon. (CRE PHA) CLT Ed., 1990.
• 16 Muller M, Bolla M. Nettoyage et décontamination des empreintes. Prothèse Dent 1995;(102):15-24.
• 17 Strassler HE. Disinfecting impressions, prosthetics key to thorough infection control. Dent Office 1991;10 (8):4-5.
• 18 Behin P, Dupas PH. Pratique clinique des matériaux dentaires en prothèse fixée. Paris: Éditions CdP, 1997.
• 19 Jenning KJ, Samaranayake LP. The persistence of microorganisms on impression materials following disinfection. Int J Prosthodont 1991;4:382-387.
• 20 Rice CD, Dykstra MA, Gier RE. Bacterial contamination in irreversible hydrocolloïd impression material and gingival retraction cord. J Prosthet Dent 1991;65 (4):496-499.
• 21 Samaranayake LP, Hunjan M, Jennings KJ. Carriage of oral flora on irreversible hydrocolloid and elastomeric impression materials. J Prosthet Dent 1991;65 (2):244-249.
• 22 Berteretche MV, Citterio H. La décontamination dans la chaîne prothétique. L'efficacité sans la nuisance. Cahiers de l'ADF 1998;1:30-35.
• 23 Brisset L, Lecolier MD. Hygiène et asepsie au cabinet dentaire. Paris : Masson, 1997.
• 24 Merchant VA. Update on disinfection of impressions, prostheses and casts. J Cal Dent Assoc 1992;20 (10):31-35.
• 25 Degrange M. Structure, propriétés des élastomères et précision des empreintes. Act Odonto Stomatol 1995;191:369-385.
• 26 Binhas E, Machtou P. Guide pratique du contrôle de l'infection au cabinet dentaire. Paris: Éditions CdP, 1991.
• 27 Connor C. Cross contamination control in prosthodontic practice. Int J Prosthodont 1991;4:337-344.
• 28 Poulos JG, Antonoff LR. Disinfection of impressions. Methods and effects on accuracy. New York State Dent J 1997;63 (6):34-36.
• 29 Setcos JC, Peng L, Palenik C. The effect of disinfection procedures on an alginate impression material (abstract 582). J Dent Res 1984;63:235.
• 30 Tan HK, Wolfaardt JF, Hooper PM, Busby B. Effects of disinfecting irreversible hydrocolloid impressions on the resultant gypsum casts. Part I: Surface quality. J Prosthet Dent 1993;69 (3):250-257.
• 31 Durr DP, Novak EV. Dimensional stability of alginate impressions immersed in disinfecting solutions. J Dent Child 1987;54:45-48.
• 32 Jones ML, Newcombe RG, Bellis H, Bottomley J. The dimensional stability of self-disinfecting alginate impressions compared to various immersion regimes. Angle Orthod1990;60:123-128.
• 33 Matyas J, Dao N, Caputo AA, Lucatorto FM. Effects of disinfectants on the dimensional accuracy of impression materials. J Prosthet Dent 1990;64:25-31.
• 34 Fretto R, Muller M, Fosse T. Décontamination des empreintes : étude bactériologique. Forum des jeunes chercheurs en odontologie. Nancy : 1997.
• 35 Tullner JB, Commette JA, Moon PC. Linear dimensional changes in dental impressions after immersion in disinfectant solutions. J Prosthet Dent 1988;60:725-728.
• 36 Bergman B, Bergman M, Olsson S. Alginate impression materials, dimensional stability and surface detail sharpness following treatment with disinfectant solutions. Swed Dent J 1985;9:255-262.
• 37 Herrera SP, Merchant VA. Dimensional stability of dental impressions after immersion disinfection. J Am Dent Assoc 1986;113:419-422.
• 38 Olsson S, Bergman B, Bergman M. Agar impression materials, dimensional stability and surface detail sharpness following treatment with disinfectant solutions. Swed Dent J 1987;9:169-177.
• 39 Minagi S, Fukushima K, Maeda N, Satomi K, Ohkawa S, Akagawa Y, Miyake Y, Suginaka H, Tsuru H. Disinfection method for impression materials : freedom from fear of hepatitis B and acquired immunodeficiency syndrome. J Prosthet Dent 1986;56 (4):451-454.
• 40 Peutzfeldt A, Asmussen E. Effect of disinfecting solutions on surface texture of alginate and elastomeric impressions. Scand J Dent Res 1990;98:74-81.
• 41 Abour MAB, O'Neilly PJR, Setchell DJ, Pearson GJ. Physical properties of casts prepared from disinfected alginate. Eur J Prosthodont Rest Dent 1996;4 (2):87-91.
• 42 Tebrock OC, Englemeir RL, Mayfield TG, Adams HJU. Managing dental impressions and casts of patients with communicable diseases. Gent Dent 1989;37:490-495.
• 43 Vandewalle K, Charlton D, Schwartz R, Reagan S, Koeppen R. Effects of immersion in sodium hypochlorite on alginate and gypsum (abstract 211). J Dent Res 1993;72:130.
• 44 Beyerle MP, Hensley DM, Bradley DV, Schwartz RS, Hilton TJ. Immersion disinfection of irreversible hydrocolloïd impressions with sodium hypochlorite. Part 1 : microbiology Int J Prosthodont 1994;7 (3):234-238.
• 45 Campanile G, Meyer JM. Effects of disinfectant solutions on impression materials (abstract 257). J Dent Res 1991;70:772.
• 46 Dellinger EL, Williams KJ, Setcos JC. Influence of immersion and spray disinfectants on alginate impressions (abstract 2045). J Dent Res 1990;69:364.
• 47 Hilton TJ, Schwartz RS, Bradley DVJr. The effect of immersion disinfection of alginate on gypsum (abstract 209). J Dent Res 1993;72:130.
• 48 Hilton TJ, Schwartz RS, Bradley DV. Immersion disinfection of irreversible hydrocolloïd impressions. Part 2 : effects on gypsum casts. Int J Prosthodont 1994;7:424-434.
• 49 Rueggeberg FA, Beall FE, Kelly MT, Schuster GS. Sodium hypochlorite disinfection of irreversible hydrocolloid impression material. J Prosthet Dent 1992;67 (5):628-631.
• 50 Look JO, Clay DJ, Gong K, Messer HH. Preliminary results from disinfection of irreversible hydrocolloid impressions. J Prosthet Dent 1990;63: 701-707.
• 51 Schwartz RS, Hensley DH, Bradley DV. Immersion disinfection of irreversible hydrocolloid impression in pH-adjusted sodium hypochlorite. Part 1 microbiology Int J Prosthodont 1996;9 (3):217-222.
• 52 Schwartz RS, Bradley DV, Hilton TJ, Kruse S. Immersion disinfection of alginate impressions: efficacy of 4 disinfectants (abstract 210). J Dent Res 1993;72:130.
• 53 Westerholm HS, Bradley DV, Schwartz RS. Efficacy of various spray disinfectants on irreversible hydrocolloid impressions. Int J Prosthodont 1992;5 (1):47-54.
• 54 Johnson GH, Chellis KD, Gordon GE, Lepe X. Dimensional stability and detail reproduction of irreversible hydrocolloid and elastomeric impressions disinfected by immersion. J Prosthet Dent 1998, 79:446-453.
• 55 Martin MV. Infection control in the dental environment: effective Procedures. Cambridge: Ed. Martin Dunitz. University Press, 1991.
• 56 Tramba P. Décontamination des empreintes, altérations des surfaces et variations volumétriques. Entretiens de Bichat, 1993:91-97.
• 57 Miller CH, Palenik CJ. Infection control. St Louis : Mosby-Year Book, 1994.
• 58 Tramba P. La désinfection des matériaux d'empreintes : revue de la littérature. Réalités Cliniques 1993, 4 (4):541-550.
• 59 Tan HK, Hooper PM, Buttar IA, Wolfaardt JF. Effects of disinfecting irreversible hydrocolloid impressions on the resultant gypsum casts. Part II: dimensional changes. J Prosthet Dent 1993;70:532-537.
• 60 King BB, Norling BK, Seals R. Gypsum compatibility of antimicrobial alginates after spray disinfection J Prosthodont 1994;3:219-227.
• 61 Cottone JA, Young JM, Dinyarian P. Disinfection/sterilization. Protocols recommanded by manufacters of impression materials. Int J Prosthodont 1990;3:379-383.
• 62 Merchant VA, Mc Neight MK, Cibirorowski CJ, Molinari JA. Preliminary investigation of a method for disinfection of dental impressions. J Prosthet Dent 1984;52:877-879.
• 63 Wood PR. Cross infection control in dentistry. Aylesbury : Ed Wolfe, 1992.
• 64 Pratten DH, Covey DA, Sheats RD. Effect of disinfectant solutions on the wettability of elastomeric impression materials. J Prosthet Dent 1990;63:223-227.
• 65 Johnson GH, Drennon DG, Powell GL. Accuracy of elastomeric impressions disinfected by immersion. J Am Dent Assoc 1988;116 (4):525-530.
• 66 Langenwalter EM, Aquilino SA, Turner KA. The dimensional stability of elastomeric impression materials following disinfection. J Prosthet Dent 1990;63 (3):270-276.
• 67 Oda Y, Matsumoto T, Sumii T. Evaluation of dimensional stability of elastomeric impression materials during disinfection. Bulletin of Tokyo Dental College 1995;36 (1):1-7.
• 68 Sadeghi M, Guyonnet F, Bousquet F, Duffaut-Lagarrigue D. Décontamination des empreintes en prothèse et stabilité dimensionnelle. J Biomat Dent 1993;8:199-203.
• 69 Drennon DG, Johnson GH. The effect of the immersion disinfection of elastomeric impressions on the surface detail reproduction of improved gypsum casts. J Prosthet Dent 1990;63:233-241.
• 70 Davis BA, Powers JM. Effect of immersion disinfection on properties of impression materials. J Prosthet Dent 1994;3 (1):31-34.
• 71 Rios MP, Morgano SM, Stein RS. Effects of chemical disinfectant solutions on the stability and accuracy of the dental impression complex. J Prosthet Dent 1996;76:356-362.
• 72 Toh CG, Setcos JC, Palenik CJ, Williams KJ, Phillips RW. Influence of disinfectants on a vinyl polysiloxane impression material (abstract 212). J Dent Res 1987;66:133.
• 73 Dewald JP, Nakajima H, Schneiderman E, Okabe T. Wettability of impression materials treated with disinfectants. Am J Dent 1992;5 (2):103-108.
• 74 Thouati A, Deveaux E, Iost A, Behin P. Dimensional stability of seven elastomeric impression materials immersed in desinfectants. J Prosthet Dent 1996;76:8-14.
• 75 Habib C, Smith C, Kugel G, Aboushala A. Comparison of dimensional stability of elastomeric impression after immersion disinfection (abstract 357). J Dent Res 1996:62.
• 76 Lepe X, Johnson GH, Berg JC. Surface characteristics of polyether and addition silicone impression materials after long-term disinfection. J Prosthet Dent 1995;74:181-186.
• 77 Minagi S, Kohada A, Akagawa Y, Tsuru HSE. Prevention of acquired immunodeficiency syndrome and hepatitis B. Part III : disinfection of hydrophilic silicone rubber impression materials. J Prosthet Dent 1990;64:463-465.
• 78 Johansen RE, Stackhouse JA. Dimensional changes of elastomers during cold sterilization. J Prosthet Dent 1987;57:233-236.
• 79 Lepe X, Johnson GH. Accuracy of polyether and addition silicone after long-term immersion disinfection. J Prosthet Dent 1997;78 (3):245-249.
• 80 Olin PS, Holtan JR, Breitbach RS, Rudney JD. The effects of sterilization on addition silicone impressions in custom and stock metal trays. J Prosthet Dent 1994;71 (6):625-630.
• 81 Mouluquet M. L'hygiène au cabinet dentaire. Paris : Comident, 1996.
• 82 Scherrer SS, Magne P, Neroni M. Empreintes pour réhabilitations prothétiques. Cahiers Prothèse 1996;96:37-41.
• 83 Stern MA, Johnson GH, Toolson LB. An evaluation of dental stones after repeated exposure to spray disinfectants. Part I : abrasion and compressive strength. J Prosthet Dent 1991;65:713-718.
• 84 Bass RA, Plummer KD, Anderson EF. The effect of a surface disinfectant on a dental cast. J Prosthet Dent 1992;67:723-725.
• 85 Mansfield SM, White JM. Antimicrobial effects from incorporation of disinfectants into gypsum casts. Int J Prosthodont 1991;4:180-185.
• 86 Sarma AC, Neiman R. A study of the effect of disinfectant chemicals on physical properties of die stone. Quintessence Int, 1990;21 (1):53-59.
• 87 Lado E, Stout F, Broumand V. The effect of dental stone on the efficacy of various disinfectants. Abstract 676. J Dent Res 1991;70:350.
• 88 Leung R, Schonfeld S. Gypsum casts as a potential source of microbial cross contamination. J Prosthet Dent 1983;49:210-211.
• 89 Binhas E. Mesures anti-infectieuses au cabi-net dentaire. Réalités Cliniques 1996;7 (1):91-103.
• 90 Schutt RW. Bactericidal effect of a disinfectant dental stone on irreversible hydrocolloide impres-sions and stone casts. J Prosthet Dent 1989;62:605-607.
• 91 Breault LG, Paul JR, Hondrum SO, Chris-tensen LC. Die stone disinfection. Incorporation of sodium hyochlorite. Int J Prosthodont 1998;7:13-16.
• 92 Ivanovski S, Savage NW, Brockhurst PJ, Bird PS. Disinfection of dental stone casts : antimicro-bial effects and physical property alterations. Dent Materials 1995;11 (1):19-23.
• 93 McMichael DW, Young JM, Naylor WP, Brad-ley Jr DV. The antibacterial behavior of disinfec-ting stones. Abstract 677. J Dent Res 1991;70:350.
• 94 Huizing KL, Palenik CJ, Setcos JC, Sheldrake MA, Miller CH. Antimicrobial abilities of a disinfectant-containing gypsum (Type IV) stone. Abstract 1064. J Dent Res 1991;70:399.
• 95 Donovan T, Chee WWL. Preliminary investigation of a disinfected gypsum die stone. Int J Prosthodont 1989;2:245-248.