Les substituts osseux dans la technique de la régénération osseuse guidée

Introduction

Le principe de la régénération tissulaire guidée (RTG) correspond à l'utilisation d'une barrière prévenant la migration épithéliale dans une lésion osseuse parodontale. Lorsqu'une barrière est employée pour régénérer l'os au niveau d'une crête édentée, on parle de régénération osseuse guidée (ROG). La barrière permet, dans ces deux situations, d'exclure le tissu épithélial qui présente un cycle de renouvellement rapide de 6 à 12 jours. Si l'objectif de la RTG est de régénérer une nouvelle attache avec tous ses composants tissulaires, celui de la ROG est la formation d'un nouvel os.

La membrane idéale doit être, d'une part, suffisamment rigide pour recouvrir le défaut comme une tente et ne pas s'effondrer dans la lésion osseuse. D'autre part, elle doit être stable sur une période d'environ 4 mois pour permettre la maturation de la matrice osseuse. De plus, la densité du matériau qui compose cette barrière doit permettre le passage des nutriments vers les tissus mous qui la recouvrent afin d'éviter l'apparition de nécroses et l'exposition membranaire. Enfin, le matériau doit être biocompatible pour ne pas provoquer de réactions inflammatoires en cas d'exposition au milieu buccal.

L'intérêt des membranes non résorbables en polytétrafluoroéthylène expansé (PTFE-e) (Gore-Tex^®, Implant Innovation, West Palm Beach, Floride) a été abondamment décrit dans la littérature. ^{Dahlin et al. (1989)} ont régénéré l'os après interposition de membranes en PTFE-e (Gore-Tex^®) dans des lésions artificielles réalisées sur le tibia de lapin et ont montré une augmentation significative de la formation osseuse par rapport à des défauts témoins. De nombreuses études animales et cliniques ont confirmé ces résultats (^{Becker et al., 1990b} ; ^{Dahlin et al., 1995} ; ^{Becker et al., 1994b}). ^{Buser et al. (1993)} ont pu obtenir l'augmentation du volume osseux avec une membrane en PTFE-e sur une crête édentée avant la mise en place d'implants en utilisant des vis et/ou de l'os autogène comme mainteneur d'espace. Le renforcement de la membrane permet de réduire le risque d'effondrement dans la lésion osseuse (^{Schenk et al., 1994} ; ^{Jovanovic et Nevins, 1995}). Cependant, plus la membrane est rigide, plus le risque d'exposition est élevé en raison d'un apport nourricier réduit au niveau des tissus mous de recouvrement. De nombreux auteurs ont constaté une réaction inflammatoire des tissus mous environnants et un comblement osseux réduit en cas d'exposition au milieu buccal d'une membrane en PTFE-e (^{Becker et al., 1994b} ; ^{Jovanovic et al., 1992}). L'accumulation de plaque et l'infiltration bactérienne sont alors constatées (^{Simion et al., 1994a}). Une intervention chirurgicale supplémentaire est alors nécessaire et la membrane peut être aussi déposée. ^{Fugazzotto (1998)} a montré que la majorité des échecs de ROG (10 sur 11) est associée à l'exposition de la membrane. Une alternative consiste à utiliser des membranes résorbables qui ne nécessitent pas de deuxième intervention en cas d'exposition (^{Sevor et al., 1993} ; ^{Pajarola et al., 1994} ; ^{Zitzmann et al., 1997a}). Mais, la faible rigidité de ces membranes résorbables nécessite l'emploi de mainteneurs d'espace qui, en comblant la lésion, permettent de soutenir la membrane et de réduire le volume du caillot. ^{Schulte (1964)} a montré que le passage du sérum vers les espaces extravasculaires qui apparaît normalement pendant les 90 premières minutes de formation du caillot sanguin peut être réduit de 50 à 1,5 % si le caillot macère dans de l'os spongieux ou tout autre matériau spongieux. En conséquence, la rétraction due à l'agrégation fibrillaire est réduite et l'espace disponible entre les parois de la lésion osseuse et le coagulum diminue, ce qui facilite le remplacement du coagulum par le tissu de granulation cicatriciel. Il est admis que ce dernier est normalement remplacé par du tissu contenant des cellules mésenchymateuses qui ont la capacité de se transformer en ostéoblastes et en ostéoclastes. ^{Amler et al. (1960}, ¹⁹⁶⁹) ont constaté qu'un tissu ostéoïde apparaît dans l'alvéole, chez l'homme, 7 jours après une extraction, et que au moins 2/3 du volume alvéolaire est rempli d'os trabéculaire à 6 semaines.

Indications de l'augmentation de volume et de la régénération osseuse guidée

Lors de l'apparition de l'implantologie moderne, la position de l'implant était guidée par des considérations strictement chirurgicales et le volume osseux disponible guidait le positionnement de l'implant. Les crêtes osseuses en lame de couteau étaient réduites jusqu'à obtenir un plateau osseux de 5 à 6 mm de large (^{Adell et Lekholm, 1985}). Plus récemment, c'est d'abord le projet prothétique, et à un moindre degré, la situation anatomique, qui ont guidé le positionnement implantaire. La prévisualisation du résultat prothétique permet alors de sélectionner un nombre d'implants dans une situation idéale par un plan de traitement « rétro-actif ». Malgré cela, nous ne savons pas aujourd'hui quelle est la longueur idéale des implants, quelle doit être la quantité de contact os/implant et combien d'implants sont nécessaires pour des situations prothétiques particulières.

De nombreux facteurs influent sur la longévité implantaire, et en premier lieu la quantité et la qualité du tissu osseux. Viennent ensuite le comportement du patient, les forces exercées, les parafonctions et les habitudes d'hygiène orale. Il est de règle d'utiliser le maximum du volume osseux disponible et de poser les implants les plus longs possibles avec un ancrage bi-cortical ou une stabilisation bucco-linguale. Il faut bien sûr préserver les structures anatomiques voisines (nerfs, sinus, fosses nasales) et positionner l'implant pour permettre une reconstruction prothétique. Cela signifie qu'il faut évaluer le volume osseux disponible par une palpation de la crête alvéolaire et un examen radiologique. Le praticien doit pouvoir évaluer si un implant de longueur adéquate peut être placé dans le site pour obtenir une stabilité primaire, une des conditions initiales nécessaires au succès de l'ostéointégration.

En fonction de la qualité osseuse, un implant peut être immobilisé dans au moins 4 mm d'os (^{Lazzara, 1989} ; ^{Becker et Becker, 1990a}). Si la stabilisation primaire de l'implant ne peut être obtenue, il faut avant tout envisager une augmentation verticale et/ou horizontale de la crête alvéolaire (^{tableau I}). Au niveau des secteurs latéraux maxillaires, c'est essentiellement la pneumatisation du sinus qui est responsable de la réduction de la hauteur de la crête osseuse. On pense qu'une pression intrasinusale plus élevée que la pression atmosphérique est responsable de cette situation. Dans ces situations cliniques, il faut envisager une élévation sinusale pour obtenir une augmentation en direction apicale au lieu d'augmenter la hauteur de la crête en direction intrabuccale (voir paragraphe « Technique d'augmentation du volume osseux »).

Une autre indication de la régénération osseuse est l'exposition d'une partie de l'implant au moment de sa pose. Il s'agit d'une déhiscence ou d'une fenestration (^{fig. 1}). La fenestration est surtout observée au maxillaire en raison des concavités vestibulaires résultant de la résorption postextractionnelle due aux pressions labiale et jugale. La déhiscence apparaît lors de la mise en place d'implants immédiatement ou très peu de temps après une extraction en raison de la différence entre le diamètre de l'implant et la forme de la racine (voir paragraphe « Considérations cliniques pour la ROG »). Sur des crêtes anciennement édentées, les déhiscences apparaissent souvent sur les crêtes fines en lame de couteau (^{Zitzmann et al., 1997a}).

Il existe une controverse sur la nécessité de traiter les petites lésions osseuses par les techniques de ROG. En effet, une résorption osseuse est souvent observée autour des implants vissés (de type Brånemark) jusqu'à la première spire après un an de mise en fonction (^{Adell et al., 1981}). Il serait alors préférable d'« anticiper » ce processus de remodelage en plaçant l'épaulement implantaire à un niveau supracrestal plutôt que de mettre un implant plus court. Mais ce concept ne peut être indiqué que dans des situations de hauteur d'os limitée avec un espace intermaxillaire suffisant et avec des demandes esthétiques limitées. Avec des implants IMZ^® et une corticale vestibulaire inférieure à 1 mm, ^{Dietrich et al. (1993)} constatent un taux de succès réduit par rapport à une corticale vestibulaire supérieure à 1 mm (respectivement, 89,3 et 96,6 % à 5 ans) et considèrent qu'une corticale vestibulaire fine compromet le pronostic implantaire à long terme.

L'importance de la complète intégration de l'implant dans l'os peut s'expliquer comme suit :

- d'un point de vue fonctionnel, l'objectif est d'assurer une transmission de la charge occlusale le long de la totalité de la surface implantaire ;

- d'un point de vue esthétique, les tissus mous sont supportés par l'os sous-jacent ;

- le patient peut se plaindre de sensibilité lors des mouvements musculaires par irritation du périoste qui se retrouve alors au contact direct de l'implant.

Les matériaux de substitution osseuse

L'os autogène est le matériau de choix. La transplantation d'une greffe autogène permet à l'os de conserver son pouvoir ostéogène et de promouvoir l'ostéoinduction par les cellules maintenues vivantes (^{Boyne, 1991} ; revue de ^{Tolman, 1995}). Les cellules ostéoprogénitrices préservées et les protéines morphogéniques osseuses sont supposées permettre l'induction des cellules mésenchymateuses du lit receveur vers la voie de la formation osseuse (^{Reddi et al., 1977}). Il est important de distinguer l'os donneur d'origine endochondrale de l'os d'origine intramembranaire dans les phénomènes de revascularisation et de résorption du tissu osseux greffé.

L'os d'origine endochondrale provenant de la crête illiaque ou des côtes montre, dans le site receveur, une néovascularisation moins rapide. L'os du crâne, des tubérosités, du menton ou de la région rétromolaire est d'origine intramembranaire et montre une résorption moindre autorisant la mise en place d'implants à 4 mois (^{Williamson, 1996}). Le prélèvement iliaque nécessite une anesthésie générale, une hospitalisation, entraîne des douleurs postopératoires, une immobilité temporaire et des complications. Le prélèvement intrabuccal réduit certains de ces inconvénients. Mais certains patients refusent le prélèvement mentonnier, tubérositaire ou au niveau du ramus. L'emploi de matériau de substitution osseuse doit alors être envisagé et les allogreffes, les xénogreffes ou matériaux synthétiques constituent une alternative à l'os autogène (^{tableau II}, ^{fig. 2}).

L'allogreffe provient de cadavres humains (par exemple, Dembone^®, Pacific Coast Tissue Bank, Los Angeles, Californie). Les substances organiques sont éliminées par de l'éthanol et de l'éther, la stérilisation est faite par de l'oxyde d'éthylène ou une irradiation aux rayons gamma et est suivie par la lyophilisation. A ce moment, le matériau peut être stocké et transporté à température ambiante. Les techniques de séchage provoquent des altérations de la configuration des protéines entraînant une réduction de l'antigénicité des allogreffes. L'os peut aussi être déminéralisé par l'acide chlorhydrique, supprimant ainsi les sels inorganiques et autorisant l'expression biologique de la matrice osseuse (^{Urist et Strates, 1971} ; ^{Reddi et al., 1987}). Les protéines morphogéniques osseuses peuvent alors s'exprimer et permettre probablement l'ostéoinduction. Cela signifie que la différenciation vers la voie ostéogène est initiée par des interactions avec les cellules mésenchymateuses (^{Urist et Strates, 1971} ; ^{Small et al., 1993}). Des allogreffes d'origine porcine ont été implantées dans des lésions osseuses crâniennes chez le porc (^{Mellonig et al., 1981a}, ^b). Les auteurs ont constaté une néoformation osseuse plus importante pour l'os déminéralisé lyophilisé (DFDBA : demineralized freezed-dried bone allograft) que pour l'os minéralisé lyophilisé (FDBA : freezed-dried bone allograft), le coagulum osseux ou de l'os autogène mixé. Ils en concluent que le DFDBA présente le pouvoir ostéogène le plus élevé. Des études réalisées sur le chien ne montrent pas de résultats favorables dans la régénération osseuse péri-implantaire ou le comblement de sinus avec du DFDBA (^{Becker et al., 1992} ; ^{Becker et al., 1995a} ; ^{Wetzel et al., 1995}). Mais, les principes biologiques fondamentaux n'ont pas été respectés dans ces études puisque de l'os humain a été utilisé. Puisque ^{Reddi et al. (1987)} ont montré que le potentiel que présente la matrice de l'os déminéralisé d'induire une formation osseuse dépend de l'espèce considérée, il semble évident que de l'os humain mis dans des lésions osseuses animales ne peut être intégré. Les protéines ostéoinductives préservées (ostéogénines) peuvent entraîner des réactions du type antigène-anticorps.

Avec du DFDBA de la même espèce, ^{Becker et al. (1995a)} ont montré, en microscopie optique, un contact direct entre de l'os néoformé et les particules osseuses. Les banques de tissus osseux recherchent chez les donneurs, au travers de tests sériques, les virus VIH, de l'hépatite B et C, la leucémie ou les tumeurs associées au virus HTLV-1 transmis par les cellules T et la syphilis (^{Malinin, 1992}). Afin d'éliminer tout risque bactérien ou viral dans les échantillons osseux, l'antigène ADN est détecté par les tests ELISA ou radio-immunologiques. Jusqu'à ce que les immunoglobulines G apparaissent, les antigènes viraux sont rarement détectables. C'est pour cela que les tests pour les antigènes et pour les anticorps sont nécessaires et deviennent de plus en plus spécifiques. Les enzymes spécifiques sont capables de détecter l'antigène respectif même en cas de mutation. Mais il est bien évident que l'on ne met en évidence que les antigènes qui sont recherchés.

Les matériaux xénogènes doivent être totalement débarrassés de leurs protéines en raison de leur origine. Ils se retrouvent alors dans la forme de matrices inorganiques au pouvoir ostéoconducteur. L'échafaudage inerte qu'ils constituent sert de guide à la croissance osseuse et permet l'apposition à partir de l'os existant. De l'os bovin, comme le Bio-Oss^® (Geistlich Biomaterials, Wohlhusen, Suisse) ou l'OsteoGraph/N^® (CeraMed, Ultimatics Inc., Springdale, Arizona, USA) a été étudié en raison de son architecture poreuse similaire à l'os humain (^{Klinge et al., 1992} ; ^{Wetzel et al., 1995} ; ^{Wallace et al., 1996} ; ^{Zitzmann et al., 1997a} ; ^{Berglundh et Lindhe, 1997} ; ^{Hämmerle et al., 1998}).

Le Bio-Oss^® est déprotéiné par chauffage à 300 °C pendant plus de 15 heures afin d'éliminer tout matériau organique potentiellement antigénique, mais sa structure cristalline est conservée intacte (^{fig. 3a} et ^3b). Après un traitement alcalin, le matériau composé d'hydroxylapatite et de carbonate est stérilisé à 160 °C. Le Bio-Oss^® est commercialisé sous forme de blocs d'os médullaire, de granules d'os médullaire ou cortical, de granules d'os médullaire mélangés à du collagène d'origine porcine.

L'OsteoGraph/N^® est de l'os bovin qui a été chauffé à 1 100 °C. A cette haute température, une hydroxylapatite à larges cristaux se développe, la surface des particules fond et perd sa porosité (^{fig. 4a}). ^{Wallace et al. (1996)} ont utilisé l'OsteoGraph/N-300^® et N-700^® combinés à de l'os autogène et ont constaté que le matériau est complètement résorbé à 20 mois. Dans ce rapport sur un cas, le matériau était remplacé par de l'os en cours de maturation et de la moelle peu vascularisée et contenant des éléments graisseux.

Les matériaux xénogènes peuvent aussi dériver du corail (^{Small et al., 1993} ; ^{Smiler et al., 1992} ; ^{Jensen et al., 1996} ; ^{Moy et al., 1993} ; ^{Wheeler et al., 1996}) comme l'Interpore^® (Interpore International, Irvine, Californie, USA) ou des algues (^{Ackermann et al., 1994}) comme l'Algipore^® (Friatec, Mannheim, Allemagne). L'Interpore^® est un carbonate non résorbable d'hydroxylapatite constitué de larges cristaux (^{fig. 4b}). L'Algipore^® est un carbonate d'origine phycogène qui se dissout lorsqu'il est placé dans un défaut osseux (^{fig. 4c}).

L'hydroxylapatite (HA), substitut osseux, comme l'OsteoGraph/LD/D^® (CeraMed, Ultimatics Inc., Springdale, Arizona, USA) ou l'OsteoGen^® (Stryker Dental Implants, Kalamazoo, Michigan, USA), peut aussi être synthétisée par frittage de phosphate calcique à 1 000 °C (^{Smiler et al., 1992} ; ^{Jensen et al., 1996}). OsteoGen^® et OsteoGraph/LD^® sont des matériaux de faible densité qui se résorbent lentement dans les fluides environnants alors que l'OsteoGraph/D^® de plus grande densité est non résorbable (^{fig. 4d}). Ces matériaux constituent un échafaudage pour la synthèse de l'os néoformé et sont donc considérer comme ostéoconducteurs. Le phosphate tricalcique est un autre matériau synthétique résorbable, comme Cerasorb^® (Curasan, Kleinostheim, Allemagne ; ^{fig. 4e} ) ou BioBase^® (Pace Medical, Medisave, Freiburg, Allemagne ; ^{fig. 4f} ). ^{Buser et al. (1998)} ont employé le Ceros^® (Mathys AG, Bettlach, Suisse), phosphate tricalcique, en association avec une membrane PTFE-e dans des défauts osseux chez le porc. Ils ont montré un pourcentage significativement plus élevé de comblement après 6 mois avec cette combinaison, par rapport à d'autres matériaux de comblement comme l'Interpore^® ou le DFDBA.

Le Bio-Gran^® (Implant Innovation, West Palm Beach), matériau synthétique, est constitué de particules de verre de structure à majorité non cristalline (^{fig. 4g}). Sa cohésion ionique donnerait au matériau des propriétés inductives (^{Schepers et Ducheyne, 1997}).

Méthodes

Considérations cliniques pour la Régénération Osseuse Guidée

Lors de la prise de décision concernant le moment de l'extraction, le praticien doit aussi considérer les différentes options implantaires, si l'indication est posée. La technique de l'implantation immédiate, réalisée au moment de l'extraction, peut être utilisée pour l'édentement unitaire au niveau antérieur maxillaire afin de réduire la durée du traitement (^{tableau III}). La pose différée peut être réalisée 6 à 8 semaines après l'extraction pour permettre la cicatrisation des tissus mous et éviter leurs tensions lors de la pose de l'implant. L'implant peut être aussi posé 6 mois après l'extraction pour permettre le comblement osseux de l'alvéole d'extraction (^{Zitzmann et Schärer, 1997c}).

Si la surface implantaire est exposée au moment de la mise en place de l'implant, la forme du défaut doit être évaluée car elle va influer sur les techniques de ROG. Selon ^{Zitzmann et al. (1997a)}, le défaut peut présenter une seule paroi avec moins de 33 % de la surface de l'os environnant présent. Ce type de défaut est le plus difficile à traiter car l'apport nutritif et la stabilisation du matériau ne sont assurés que par une seule paroi osseuse. La fixation de la membrane est alors indiquée. Le défaut peut présenter deux parois, soit 33 à 67 % de l'os environnant présent ou trois parois, soit plus de 67 % de l'os environnant présent. Ce dernier type de défaut inclut les défauts du type tunnel qui présentent la situation la plus favorable à la régénération osseuse (voir paragraphe « Résultats et conséquences cliniques pour la ROG »).

Technique d'augmentation du volume osseux

En général, tout défaut osseux doit être totalement débarrassé de tout tissu conjonctif et peut être perforé, surtout dans les cas de corticale très dense, avec une fraise ronde de petit diamètre afin de permettre le saignement à partir des espaces médullaires. Les protéines morphogènes du patient vont ainsi s'accumuler sous la membrane. Le matériau de comblement doit être humidifié avec du sérum physiologique puis condensé dans le défaut. L'adjonction de poudre de tétracycline (30 mg/0,5 g de Bio-Oss^®), donnant une couleur jaune aux particules de matériau, produit une réaction antibactérienne locale. Il faut qu'elle soit utilisée à très faible dose pour ne pas modifier de manière trop importante le pH. Mais, comme aucune évidence clinique n'est venue confirmer cette théorie (^{Drury and Yukna, 1991}), il semble que l'adjonction de tétracycline ne soit pas nécessaire. Si une pression doit être exercée sur la région, ou si la forme du défaut le nécessite, ou si une augmentation du volume est envisagée, la membrane choisie doit être fixée par des clous ou des punaises (par exemple, Frios^®, Friatec, Mannheim, Allemagne). La succession thérapeutique suivante est recommandée :

1. La corticale osseuse environnant le défaut est perforée avec une petite fraise (^{fig. 5a}).

2. La mobilisation du lambeau muqueux sans traction est vérifiée, et la libération périostée est améliorée si nécessaire.

3. La taille du défaut est mesurée et la membrane est adaptée afin de permettre un recouvrement des berges osseuses de 3 mm environ. Le contact avec les dents adjacentes est autorisé pour les seules membranes résorbables.

4. La membrane est posée sur la corticale vestibulaire et éventuellement fixée par deux clous, en évitant les dents adjacentes. Si des fixations en titane sont utilisées, la préparation des trous est nécessaire. Il faut alors présenter le foret perpendiculairement à la surface osseuse (^{fig. 5b}).

5. La membrane est réclinée du côté vestibulaire et le défaut est comblé avec le matériau choisi (par exemple, du Bio-Oss^®) qui a été au préalable hydraté avec du sérum physiologique. Les granules doivent être tassés et l'excès de sérum éliminé avec une compresse stérile (^{fig. 5c}).

6. La membrane est rabattue du côté lingual et placée sous le lambeau lingual. Des sutures de matelassier horizontales profondes peuvent être réalisées, plus particulièrement au maxillaire pour plaquer la membrane sur la surface interne du lambeau lingual (^{fig. 5d}).

7. La fermeture de la plaie est obtenue par des sutures de matelassier horizontales et des points unitaires en X.

Élévation de sinus

Technique de l'ostéotome

L'élévation de sinus peut être atteinte soit par un abord latéral, soit par un abord crestal (^{fig. 6}). L'abord crestal nécessite des instruments à main pour préparer le site dans la position déterminée. Les ostéotomes (Implant Innovation, West Palm Beach, USA) sont coniques afin de pousser l'os médullaire comprimé et décoller délicatement la muqueuse du plancher sinusal. Cette méthode a d'abord été décrite par ^{Tatum (1986)}, puis a été modifiée par ^{Summers (1994)}, qui a apporté un matériau pour combler l'espace laissé disponible sous la muqueuse sinusale. L'os existant est préservé car il n'y pas de forage, excepté la perforation de la corticale par une fraise boule. Il faut prendre garde à ne pas déplacer les instruments en direction vestibulaire si l'os cortical palatin est épais (^{fig. 7}). Dans ce cas, il est recommandé d'associer un fraisage à l'utilisation des ostéotomes. En cas de légère perforation de la muqueuse sinusale, un implant plus court peut être mis en place. Sa longueur sera équivalente à la hauteur d'os initialement disponible. Il est évident qu'aucun matériau de comblement ne sera alors utilisé et qu'une couverture antibiotique sera appliquée (par exemple, amoxicilline 375 mg, trois fois par jour) pendant 10 jours.

Technique par abord latéral avec mise en place immédiate de l'implant ou technique en deux temps

Une élévation de sinus par abord latéral (antrotomie) a été d'abord décrite par ^{Boyne et James (1980)}. Une fenêtre latérale de 10 mm est réalisée dans la partie la plus haute de la crête édentée. Un scanner est hautement recommandé pour déterminer exactement la position du plancher sinusal (^{fig. 8a}). La muqueuse sinusale est délicatement décollée et le volet osseux est repoussé vers le haut (^{fig. 8b}). La muqueuse doit être décollée du plancher sinusal jusqu'au mur osseux vertical. Cette muqueuse peut alors se contracter, ce qui permet de libérer un espace qui va être comblé par le matériau de substitution osseuse. Si un pilier osseux empêche le déplacement du volet osseux vers le haut, ce pilier doit être supprimé. C'est la hauteur d'os initialement disponible et la qualité de cet os qui permettent de choisir entre une implantation immédiate ou différée. En général, il faut un minimum de 4 mm pour obtenir une stabilité primaire de l'implant. L'exposition de l'implant et la pose d'un pilier prothétique sont réalisées 6 à 9 mois après. La technique en deux étapes est indiquée s'il existe moins de 4 mm d'os ou si la qualité de l'os ne permet pas d'obtenir une stabilisation primaire. Dans ce cas, la mise en place de l'implant est réalisée 8 à 9 mois après le comblement sinusien.

Résultats et conséquences cliniques pour la ROG

Dans la technique de la ROG, les membranes non résorbables, bien qu'elles aient donné de bons résultats lorsque les suites postopératoires étaient normales, ont été progressivement remplacées par les membranes résorbables associées à des matériaux de comblement osseux. Cela permet de réduire le risque d'infection même en cas d'exposition de la membrane au milieu buccal. En général, l'ouverture de la plaie apparaît plus souvent lors de l'implantation immédiate ou médiate en raison du « déficit » de tissus mous. Pourtant, cela peut avoir des avantages. En effet, ^{Zitzmann et al. (1999)} ont montré des comblements osseux après ROG associant Bio-Oss^® et Bio-Gide^® supérieurs lors d'implantation immédiate ou médiate (92 % de régénération osseuse) en comparaison avec l'implantation à long terme. Les défauts osseux à 2 ou 3 parois sont en effet plus nombreux lorsque l'implant est posé précocement.

Une étude clinique sur la technique de l'ostéotome a montré qu'il est possible d'obtenir une augmentation de la hauteur d'os de 3,5 mm en moyenne (^{Zitzmann et Schärer, 1998a}). La technique semble donc indiquée pour une hauteur d'os initial de 6 mm, permettant la mise en place d'un implant de 10 mm (de type Brånemark). Des implants plus courts pourront être mis en place s'il est possible de les relier à des implants plus longs. L'antrotomie latérale est indiquée lorsqu'il existe une hauteur d'os inférieure à 6 mm ou si un gain de plus de 4 mm est recherché.

Une technique en deux étapes incluant un élargissement de crête et une antrotomie en deux temps permet de réaliser des biopsies lors de la réentrée. Chez cette patiente de 22 ans (^{fig. 5a}), le remplacement de 12 par un implant est envisagé, mais il faut d'abord élargir la crête qui est trop fine. L'examen histologique montre (^{fig. 9a} et ^9b) une zone incluant de l'os régénéré 6 mois après une reconstruction de crête avec des granules spongieux de Bio-Oss^® (BO) de 0,25 à 1 mm de diamètre. Les particules du matériau sont incluses et au contact intime d'un os néoformé du type woven-bone (RB). On reconnaît une rangée d'ostéoblastes entre les espaces médullaires (MC) et l'os néoformé. Les vaisseaux sanguins (Ve) présents dans les espaces médullaires signent la vitalité tissulaire sans signes de réaction inflammatoire.

Discussion et conclusions

De nombreuses études (^{Zitzmann et al., 1997b}, ^1998b, ¹⁹⁹⁹) montrent que la mise en place médiate d'un implant 6 semaines après l'extraction donne les meilleurs résultats en associant les avantages de la mise en place immédiate et à long terme (^{tableau III}). Le potentiel de régénération osseuse semble supérieur si l'implantation est réalisée rapidement après l'extraction car la transmission des forces occlusales vers l'os ne sera absente que pendant 6 mois au plus. ^{Amler et al. (1960}, ¹⁹⁶⁹) constatent que la fermeture épithéliale complète d'un site d'extraction prend 4 à 5 semaines et dépend du diamètre de l'alvéole. Dans la situation de mise en place médiate, la fermeture de la plaie est atteinte. De nombreux auteurs (^{Tallgren, 1972} ; ^{Atwood, 1979} ; ^{Carlsson et Persson, 1967a}) ont montré que le maximum de la résorption de l'os alvéolaire est obtenu pendant la première année après une extraction, et surtout pendant les deux premiers mois. ^{Carlsson et al. (1967b)} ont constaté que l'os alvéolaire vestibulaire était résorbé et partiellement remplacé 6 semaines après une extraction. Mais, la comparaison implantations immédiate-médiate montre des défauts osseux péri-implantaires de tailles équivalentes (respectivement 22,8 et 20,6 mm²) ce qui permet d'affirmer qu'attendre 6 semaines n'entraîne pas de perte osseuse supplémentaire (^{Zitzmann et al., 1999}).

Le cahier des charges des matériaux de substitution osseuse peut être résumé comme suit :

- être biocompatible ;

- ne provoquer aucune réaction allergique ;

- être radio-opaque ;

- résister aux forces de compression ;

- être ostéoconducteur pour favoriser l'apposition osseuse à son contact.

Il est difficile de considérer favorablement l'ostéoinduction que l'on prête à l'os allogène. En effet, les protéines étant préservées, le matériau peut entraîner une réaction du type antigène-anticorps et il est impossible d'écarter tout transfert de maladies infectieuses. Il n'y a pas aujourd'hui de réponse spécifique concernant la durée de résorption. Il a été montré, pour les greffes autogènes, que la tendance à la résorption peut être réduite lorsque des forces sont transmises au travers des implants mis dans les sites greffés (^{Buser et al., 1995}). Chez le mouton, ^{Haas et al. (1998)} ont observé une résorption intense de l'autogreffe proche de la membrane sinusale. ^{Schenk et al. (1994)} ont montré que la régénération sous une membrane en PTFE-e commence par la formation d'un os lâche qui est progressivement remplacé par de l'os lamellaire. L'étude des fractures osseuses chez l'adulte montre un taux d'apposition d'os lâche d'environ 100 μm par jour. La régénération d'un défaut osseux de 10 mm de diamètre nécessite donc environ 7 semaines en tenant compte du fait que ce défaut est entouré de parois osseuses et que la régénération commence à partir de toutes les parois. Il semble donc aussi évident, à la lumière de ces données, que l'augmentation verticale, en l'absence de parois osseuses avoisinantes, soit très limitée. Dans ce cas, la régénération ne peut provenir que de la paroi basale et il n'y a ni protection, ni stabilisation de la greffe. Même avec des membranes en PTFE-e renforcées et stabilisées avec des mini-vis, ^{Simion et al. (1994b)} n'ont pu obtenir qu'un gain vertical de 4 mm.

Il faut donc se demander si la présence d'un défaut circulaire autour d'un implant nécessite une thérapeutique de ROG. Chez le chien, ^{Becker et al. (1991)} ont montré que des membranes en PTFE-e sur des défauts circulaires permettent la réduction significative du défaut par rapport à un groupe témoin. Mais, ^{Becker et al. (1994a)} ont montré que ce type de défauts autour d'implants posés immédiatement après l'extraction peut aussi être régénéré par de l'os autogène seul. Un défaut de 3 mm autour d'un implant en titane peut donc être comblé en un mois sans migration épithéliale en direction apicale. Mais, le remplacement de l'os lâche par un os lamellaire prend plusieurs mois en raison du taux d'apposition de 1 μm par jour (^{Frost, 1966}). ^{Evian et al. (1982)} ont observé chez l'homme, dans un alvéole d'extraction, un os trabéculaire normal subissant un remaniement après 16 semaines. La formation d'un système haversien prend 3 mois (^{Frost, 1963}). Pendant le processus de remaniement, le premier réseau est remplacé par des trabécules plus épaisses qui renforcent et stabilisent la matrice osseuse (^{Schenk et al., 1994}). Il faut donc se demander si une greffe osseuse ostéoconductrice incluse dans une matrice osseuse régénérée est complètement résorbée, ou si la résorption va affaiblir l'os régénéré. Une fois incluse dans la matrice osseuse mature, la greffe osseuse va participer au processus physiologique de remaniement qui évolue lentement, particulièrement lorsqu'il n'y a pas de stimulations supplémentaires comme la mise en place d'un implant ou d'un pilier prothétique (^{Frost, 1963} ; ^{Berglundh et Lindhe, 1997}) (^{fig. 9a} et ^9b). On peut donc en conclure que le matériau greffé doit pouvoir être remplacé par l'os environnant. Mais un défaut plus large nécessite une quantité d'os autogène plus importante.

Remerciements - Les auteurs veulent remercier le Dr Peter Schübach, PD (Département de Microbiologie orale et d'Immunologie, Université de Zurich) pour la réalisation des coupes histologiques et Renate Löffler (Département de Prothèse fixé et adjointe, Université de Zurich) pour la réalisation des images en microscopie électronique. Nous voulons aussi remercier les entreprises qui nous ont fourni des échantillons de leurs produits pour l'étude en microscopie électronique.

BIBLIOGRAPHIE

• ACKERMANN KL, KIRSCH A, SCHOBER C. Phykogenes, bovines und korallines Hydroxylapatit als Augmentationsmaterial des recessus alveolaris maxillae. Z Stomatol 1994;91:219-224.
• ADELL R, LEKHOLM U, ROCKLER B, BRÅNEMARK PI. A 15-year study of osseointegrated implants in the treatment of the edentulous jaw. Int J Oral Surg 1981;10:387-416.
• ADELL R, LEKHOLM U. Surgical procedures. In : BRÅNEMARK PI, ZARB GA, ALBREKTSSON T (eds). Tissue-integrated prostheses : Osseointegration in clinical dentistry. Chicago : Quintessence, 1985:211-232.
• AMLER MH, JOHNSON PL, SALMAN I. Histological and histochemical investigation of human alveolar socket healing in undisturbed extraction wounds. J Am Dent Ass 1960;61:32-44.
• AMLER MH. The time sequence of tissue regeneration in human extraction wounds. Oral Surg, Oral Med, Oral Pathol 1969;27:309-318.
• ATWOOD DA. Bone loss of edentulous alveolar ridges. J Periodontol 1979;50:11-21.
• BECKER W, BECKER BE. Guided tissue regeneration for implants placed into extraction sockets and for implant dehiscences. Surgical techniques and case reports. Int J Periodont Rest Dent 1990(a);10:376-391.
• BECKER W, BECKER BE, HANDLESMAN M, CELLETTI R, OCHSENBEIN C, HARDWICK R, LANGER B. Bone formation at dehisced dental implant sites treated with implant augmentation material : A pilot study in dogs. Int J Periodont Rest Dent 1990(b);10:92-101.
• BECKER W, BECKER BE, HANDLESMAN M, OCHSENBEIN C, ALBREKTSSON T. Guided tissue regeneration for implants placed into extraction sockets. A study in dogs. J Periodontol 1991;62:703-709.
• BECKER W, LYNCH SE, LEKHOLM U, BECKER BE, CAFFESSE R, DONATH K, SANCHEZ R. A comparison of e-PTFE membranes alone or in combination with platelet-derived growth factors and insulin-like growth factor-I or demineralized freeze-dried bone in promoting bone formation around immediate extraction socket implants. J Periodontol 1992;63:929-940.
• BECKER W, BECKER BE, POLIZZI G, BERGSTROM C. Autogenous bone grafting of bone defects adjacent to implants placed into immediate extraction sockets in patients. A prospective study. Int J Oral Maxillofac Implants 1994(a);9:389-396.
• BECKER W, DAHLIN C, BECKER BE, LEKHOLM U, VAN STEENBERGHE D, HIGUCHI K, KULTJE C. The use of e-PTFE barrier membranes for bone promotion around titanium implants placed into extraction sockets. A prospective multicenter study. Int J Oral Maxillofac Implants 1994(b);9:31-40.
• BECKER W, SCHENK R, HIGUCHI K, LEKHOLM U, BECKER BE. Variations in bone regeneration adjacent to implants augmented with barrier membranes alone or with demineralized freeze-dried bone or autologous grafts : a study in dogs. Int J Oral Maxillofac Implants 1995(a);10:143-154.
• BECKER W, URIST MR, TUCKER LM, BECKER BE, OCHSENBEIN C. Human demineralized freeze-dried bone : inadequate induced bone formation in athymic mice. A preliminary report. J Periodontol 1995(b);66:822-828.
• BERGLUNDH T, LINDHE J. Healing around implants placed in bone defects treated with Bio-Oss^®. An experimental study in the dog. Clin Oral Impl Res 1997;8:117-124.
• BOYNE PJ, JAMES RA. Grafting of the maxillary sinus-floor with autogenous marrow bone. J Oral Surgery 1980;38:613-616.
• BOYNE PJ. Bone grafting in the osseous reconstruction of alveolar and palatal clefts. Oral Maxillofac Surg Clin North Am 1991;3:589-597.
• BUSER D, DULA K, BELSER UC, HIRT HP, BERTHOLD H. Localized ridge augmentation using guided bone regeneration. I. Surgical procedure in the maxilla. Int J Periodont Rest Dent 1993;13:29-45.
• BUSER D, RUSKIN J, HIGGINBOTTOM F, HARDWICK R, DAHLIN C, SCHENK RK. Osseointegration of titanium implants in bone regeneration in membrane-protected defect : a histologic study in the canine mandible. Int J Oral Maxillofac Implants 1995;10:666-681.
• BUSER D, HOFFMANN B, BERNARD JP, LUSSI A, METTLER D, SCHENK RK. Evaluation of filling materials in membrane-protected bone defects. Clin Oral Impl Res 1998;9:137-150.
• CARLSSON GE, PERSSON G. Morphologic changes of the mandible after extraction and wearing dentures. Odontol Revy 1967(a);18:27-54.
• CARLSSON GE, THILANDER H, HEDEGARD B. Histologic changes in the upper alveolar process after extractions with or without insertion of an immediate full denture. Acta Odontol Scand 1967(b);25:21-43.
• DAHLIN C, SENNERBY I, LEKHOLM U, LINDE A, NYMAN S. Generation of new bone around titanium implants using a membrane technique : an experimental study in rabbits. Int J Oral Maxillofac Implants 1989;4:19-25.
• DAHLIN C, LEKHOLM U, BECKER W, BECKER BE, HIGUCHI K, CALLENS A, VAN STEENBERGHE D. Treatment of fenestration and dehiscence bone defects around oral implants using the guided tissue regeneration technique : a prospective multicenter study. Int J Oral Maxillofac Implants 1995;10:312-318.
• DIETRICH U, LIPPOLD R, DIRMEIER TH, BEHNEKE N, WAGNER W. Statistische Ergebnisse zur Implantatprognose am Beispiel von 2017 IMZ-Implantaten unterschiedlicher Indikation der letzten 13 Jahre. Z Zahnärztl Implantol 1993;9:9-18.
• DRURY GI, YUKNA RA. Histologic evaluation of combining tetracycline and allogenic freeze-dried bone on bone regeneration in experimental defects in baboons. J Periodontol 1991;62:652-658.
• EVIAN CI, ROSENBERG ES, COSLET JG, CORN H. The osteogenic activity of bone removed from healing extraction sockets in humans. J Periodontol 1982;53:81-85.
• FROST HM. Bone remodelling dynamics. Springfield, Illinois, Charles C. Thomas : 1963.
• FROST HM. The bone dynamics in osteoporosis and osteomalacia. Springfield, Illinois, Charles C. Thomas : 1966.
• FUGAZZOTTO PA. Report of 302 consecutive ridge augmentation procedures : technical considerations and clinical results. Int J Oral Maxillofac Implants 1998;13:358-368.
• HAAS R, DONATH K, FÖDINGER M, WATZEK G. Bovine hydroxyapatite for maxillary sinus grafting : Comparative histomorphometric findings in sheep. Clin Oral Impl Res 1998;9:107-116.
• HÄMMERLE CHF, CHIANTELLA GC, KARRING T, LANG NP. The effect of a deproteinized bovine bone mineral on bone regeneration around titanium dental implants. Clin Oral Impl Res 1998;9:151-162.
• JENSEN SS, AABOE M, PINHOLT EM, HJØRTING-HANSEN E, MELSEN F, RUYTER IE. Tissue reaction and material characteristics of four bone substitutes. Int J Oral Maxillofac Implants 1996;11:55-66.
• JOVANOVIC SA, SPIEKERMANN H, RICHTER EJ. Bone regeneration around titanium dental implants in dehisced defect sites. A clinical study. Int J Oral Maxillofac Implants 1992;7:233-245.
• JOVANOVIC SA, NEVINS M. Bone formation utilizing titanium-reinforced barrier membranes. Int J Periodont Rest Dent 1995;15:57-69.
• KLINGE B, ALBERIUS P, ISAKSSON S, JÖNSSON J. Osseous response to implanted natural bone mineral and synthetic hydroxylapatite ceramics in the repair of experimental skull bone defects. J Oral Maxillofac Surg 1992;50:241-249.
• LAZZARA RJ. Immediate implant placement into extraction sites. Surgical and restorative advantages. Int J Periodont Rest Dent 1989;9:332-343.
• LEKHOLM U, ZARB GA. Patient selection and preparation. In : BRÅNEMARK PI, ZARB GA, ALBREKTSSON T (eds). Tissue-integrated prostheses : Osseointegration in clinical dentistry. Chicago Quintessence : 1985, 199-209.
• MALININ TI. Acquisition and banking of bone allografts. In : HABAL MB, REDDI AH (eds). Bone grafts and bone substitutes. Philadelphia : WB Saunders, 1992;19:206-225.
• MELLONIG JT, BOWERS GM, BAILEY RC. Comparison of bone graft materials. Part I. New bone formation with autografts and allografts determined by strontium-85. J Periodontal 1981;52:291-296.
• MELLONIG JT, BOWERS GM, COTTON WR. Comparison of bone graft materials. Part II. New bone formation with autografts and allografts : a histological evaluation. J Periodontol 1981;52:297-302.
• MOY PK, LUNDGREN S, HOLMES RE. Maxillary sinus augmentation : histomorphometric analysis of graft materials for maxillary sinus floor augmentation. J Oral Maxillofac Surg 1993;51:857-862.
• PAJAROLA GF, SAILER HF, HAERS PE, MEYENBERG K. Guided bone regeneration around titanium screw implants using a resorbable membrane. Oral Maxillofac Surg Clin North Am 1994;6:699-706.
• REDDI AH, GAY R, GAY S, MILLER EJ. Transitions in collagen types during matrix-induced cartilage, bone, and bone marrow formation. Proc Natl Acad Sci USA 1977;74:5589-5592.
• REDDI AH, WIENTROUB S, MUTHUKUMARAN N. Biologic principles of bone induction. Orthopedic Clinics North Am 1987;18:207-212.
• SCHENK RK, BUSER D, HARDWICK WR, DAHLIN C. Healing pattern of bone regeneration in membrane-protected defects : a histologic study in the canine mandible. Int J Oral Maxillofac Implants 1994;9:13-29.
• SCHEPERS EJG, DUCHEYNE P. Bioactive glass particles of narrow size range for the treatment of oral bone defects. A 1-24 month experiment with several materials and particle sizes and size ranges. J Oral Rehabil 1997;24:171-181.
• SCHULTE W. Die Retraktion des Blutgerinnsels und ihre Bedeutung für die primäre Heilung von Kieferknochendefekten. München : Carl Hanser Verlag, 1964.
• SEVOR JJ, MEFFERT RM, CASSINGHAM RJ. Regeneration of dehisced alveolar bone adjacent to endosseous dental implants utilizing a resorbable collagen membrane : clinical and histological results. Int J Periodont Rest Dent 1993;13:71-83.
• SIMION M, BALDONI J, ROSSI P, ZAFFE D. A comparative study of the effectiveness of e-PTFE membranes with and without early exposures during the healing period. Int J Periodont Rest Dent 1994(a);14:167-180.
• SIMION M, TRISI P, PIATTELLI A. Vertical ridge augmentation using a membrane technique associated with osseointegrated implants. Int J Periodont Rest Dent 1994(b);14:497-511.
• SMALL SA, ZINNER ID, PANNO FV, SHAPIRO HJ, STEIN JI. Augmenting the maxillary sinus for implants : Report of 27 patients. Int J Oral Maxillofac Implants 1993;8:523-528.
• SMILER DG, JOHNSON PW, LOZADA JL, MISCH C, ROSENLICHT JL, TATUM OH, WAGNER JR. Sinus lift grafts and endosseous implants. Dent Clin North Am 1992;36:151-188.
• SUMMERS RB. A new concept in maxillary implant surgery : the osteotome technique. Compend Contin Educ Dent 1994 ;15:152-162.
• TALLGREN A. The continuing reduction of the residual alveolar ridges in complete denture wearers. A mixed-longitudinal study covering 25 years. J Prosthet Dent 1972 ;27;120-132.
• TATUM H. Maxillary and sinus implant reconstructions. Dent Clin North Am 1986;30:207-229.
• TOLMAN DE. Reconstructive procedure with endosseous implants in grafted bone. A review of the literature. Int J Oral Maxillofac Implants 1995;10:275-294.
• URIST MR, STRATES BS. Bone morphogenic protein. J Dent Res 1971;50(suppl.):1392-1406.
• WALLACE SS, FROUM SJ, TARNOW DP. Histologic evaluation of sinus elevation procedure : a clinical report. Int J Periodontol Rest Dent 1996;16:47-51.
• 0WETZEL AC, STICH H, CAFFESSE RG. Bone apposition onto oral implants in the sinus area filled with different grafting materials. Clin Oral Impl Res 1995;6:155-163.
• WHEELER SL, HOLMES RE, CALHOUN CJ. Six-year clinical and histologic study of sinus-lift grafts. Int J Oral Maxillofac Implants 1996;11:26-34.
• WILLIAMSON RA. Rehabilitation of the resorbed maxilla and mandible using autogenous bone grafts and osseointegrated implants. Int J Oral Maxillofac Implants 1996;11:476-488.
• ZITZMANN NU, NAEF R, SCHÄRER P. Resorbable versus non-resorbable membranes in combination with Bio-Oss^® for Guided Bone Regeneration. Int J Oral Maxillofac Implants 1997(a);12:100-109.
• ZITZMANN NU, NAEF R, SCHÜPBACH P, SCHÄRER P. Pose d'implants immédiate ou différée comparée à la pose d'implants tardive en utilisant la régénération tissulaire guidée. Implantodontie 1997(b);27:49-61.
• ZITZMANN NU, SCHÄRER P. Oral rehabilitation with dental implants. Clinical compendium. Zurich : KBM 1997(c).
• ZITZMANN NU, SCHÄRER P. Sinus elevation procedures in the resorbed posterior maxilla. Comparison of the crestal and the lateral approach. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 1998(a);85:8-17.
• ZITZMANN NU, SCHÜPBACH P, SCHÄRER P. L'influence du moment de la pose et de la localisation de l'implant sur la ROG. Implant 1998(b);4:137-146.
• ZITZMANN NU, SCHÄRER P, MARINELLO CP. Factors influencing the success of Guided Bone Regeneration : smoking, timing of implant placement, implant location, bone quality and provisional restoration. J Clin Periodontol 1999 ; accepted for publication.